Alcuni organismi marini potrebbero contenere una cura per il melanoma,
il tipo più pericoloso di cancro della pelle.

Ascidians, or “sea squirts,” may hold the keys to a new anticancer compound. Credit: Wikimedia Commons
La cura per il melanoma – il tipo più pericoloso di tumore della pelle – potrebbe essere un composto derivato da un invertebrato marino che vive sul fondo dell’oceano? Lo pensano gli scienziati finanziati dalla National Science Foundation guidati da Alison Murray del Desert Research Institute di Reno, Nevada.
Stanno osservando il microbioma di un ascidico antartico chiamato Synoicum adareanum per comprendere meglio le possibilità di sviluppo di un farmaco specifico per il melanoma.
Gli ascidiani, o “schizzi di mare”, sono animali marini primitivi simili a sac che vivono attaccati ai fondali oceanici di tutto il mondo e si nutrono di plancton filtrando l’acqua di mare.
Il S. adareanum , che cresce in piccole colonie nelle acque circostanti l’Antartide, contiene un composto bioattivo chiamato “palmerolide A”, che ha promettenti proprietà anti-melanoma. I ricercatori ritengono che il composto sia prodotto da batteri che sono naturalmente associati a S. adareanum .
In un nuovo articolo pubblicato sulla rivista Marine Drugs , Murray e collaboratori dell’Università della Florida del Sud, il Los Alamos National Laboratory e l’Università di Nantes, Francia, presentano nuove scoperte sui batteri che compongono il microbioma di S. adareanum . Gli scienziati hanno misurato i livelli di palmerolide in campioni raccolti dall’Arcipelago Anvers Island dell’Antartide.
“Il nostro obiettivo a lungo termine è capire quale dei molti batteri in questa specie sta producendo palmerolide, ma per fare questo, c’è molto che dobbiamo imparare sul microbioma di S. adareanum “, ha detto Murray. “Il nostro nuovo studio descrive i numerosi progressi che abbiamo fatto verso tale obiettivo.”
– NSF Public Affairs, researchnews@nsf.gov
Gli ecosistemi marini polari possiedono il potenziale per la biodiscovezione di composti bioattivi, in base alla loro diversità inutilizzata di macro e microrganismi. La caratterizzazione dei microbiomi polari bentonici associati agli invertebrati marini è limitata a pochi studi. Questo studio è stato motivato dal nostro interesse a comprendere meglio la struttura e la composizione del microbioma dell’ascide , Synoicum adareanum , in cui è stato isolato palmerolide A (PalA), un macrolido bioattivo con specificità contro il melanoma. PalA ha una somiglianza strutturale con un peptide-polichetide ibrido nonribosomico che ha somiglianze con i macrolidi prodotti microbicamente. Abbiamo condotto un’indagine spaziale per valutare sia i livelli di PalA sia la composizione del microbioma in S. adareanumin una regione della penisola antartica vicino all’isola di Anvers (64 ° 46 ′ S, 64 ° 03 ′ O). Il PalA era onnipresente e abbondante in una raccolta di 21 ascidiani (3 sottocampioni ciascuno) campionati da sette siti nell’arcipelago dell’isola di Anversa. La composizione del microbioma (varianti di sequenza del gene V3-V4 16S rRNA) di questi 63 campioni ha rivelato una suite di base di 21 varianti di sequenza di ampliconi batterici (ASV), 20 delle quali erano distinte dal batterioplancton regionale. L’analisi di co-occorrenza di ASV in tutti e 63 i campioni ha prodotto sottogruppi di taxa che potrebbero interagire biologicamente (sottosistemi interagenti) e, sebbene i livelli di PalA rilevati non siano stati trovati in correlazione con specifiche varianti di sequenza, i membri principali sembravano trovarsi in un ottimale preferito e intervallo di tolleranza dei livelli di PalA. Questi risultati,insieme a un’analisi del potenziale biosintetico dei relativi taxa di microbiomi, descrivono un microbioma centrale conservato ad alta latitudine con composizione unica e sostanziale promessa di biosintesi di prodotti naturali che probabilmente influenza l’ecologia dell’olobiont
2.1. Variazione dei livelli di Holobiont PalA tra colonie ascidiane e siti di raccolta
2.2. Caratterizzazione di batteri coltivati associati all’ospite
2.3. Synoicum Adareanum Microbiome (SaM)
2.4. Co-occorrenze di ASV e relazione con il PalA
2.5. Raccolta delle colture: confronto tra microbioma e batterioplancton
2.6. Microbioma: confronti del batterioplancton
3.1. Microbioma core
3.2. Distribuzioni secondarie di metaboliti e bioaccumulo nel biota marino
3.3. Il potenziale biosintetico del nucleo
4. Conclusioni
5. Materiali e metodi
5.1. Sforzo dipendente dalla coltivazione
5.2. Raccolte di campioni sul campo per sforzi indipendenti dalla coltivazione
5.3. Palmerolide A Screening
5.4. Preparazione di cellule microbiche associate a S. Adareanum
5.5. Estrazioni di DNA
5.6. Il sequenziamento genico dell’rRNA 16S
5.7. Analisi bioinformatica di sequenze di tag del gene 16S rRNA
5.8. Analisi statistiche
5.9. Analisi del cluster di geni biosintetici
5.10. Disponibilità dei dati
Materiali supplementari
Contributi dell’autore
finanziamento
Ringraziamenti
Conflitto di interessi
Riferimenti
- Taylor, MW; Tsai, P .; Simister, RL; Deines, P .; Botte, E .; Ericson, G .; Schmitt, S .; Webster, i batteri NS “specifici per la spugna” sono diffusi (ma rari) in diversi ambienti marini. ISME J. 2013 , 7 , 438–443. [ Google Scholar ] [ CrossRef ] [ PubMed ]
- Ainsworth, TD; Krause, L .; Bridge, T .; Torda, G .; Raina, JB; Zakrzewski, M .; Gates, RD; Padilla-Gamino, JL; Spalding, HL; Smith, C .; et al. Il microbioma del nucleo di corallo identifica i taxa batterici rari come onosimbi ubiquitari. ISME J. 2015 , 9 , 2261–2274. [ Google Scholar ] [ CrossRef ] [ PubMed ]
- Hernandez-Agreda, A .; Leggat, W .; Bongaerts, P .; Ainsworth, TD La firma microbica fornisce informazioni sulle basi meccanicistiche del successo dei coralli negli habitat di barriera. mBio 2016 , 7 , e00560-16. [ Google Scholar ] [ CrossRef ] [ PubMed ]
- Burgsdorf, I .; Erwin, PM; Lopez-Legentil, S .; Cerrano, C .; Haber, M .; Frenk, S .; Steindler, L. Biogeografia piuttosto che associazione con strutture cianobatteriche comunità microbiche simbiotiche nella spugna marina Petrosia ficiformis . Davanti. Microbiol. 2014 , 5 , 529. [ Google Scholar ] [ CrossRef ] [ PubMed ]
- Kelly, LW; Williams, GJ; Barott, KL; Carlson, CA; Dinsdale, EA; Edwards, RA; Haas, AF; Haynes, M .; Lim, YW; McDole, T .; et al. Adattamento genomico locale dei microbiomi associati alla barriera corallina a gradienti di variabilità naturale e fattori di stress antropogenici. Proc. Natl. Acad. Sci. Stati Uniti d’America 2014 , 111 , 10227-10232. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Pantos, O .; Bongaerts, P .; Dennis, PG; Tyson, GW; Hoegh-Guldberg, O. Le condizioni ambientali specifiche dell’habitat controllano principalmente i microbiomi del corallo Seriatopora hystrix . ISME J. 2015 , 9 , 1916-1927. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Lo Guidice, A .; Azzaro, M .; Schiaparelli, S. Symbionts microbici di invertebrati bentonici marini antartici. Nel ruolo ecologico dei microrganismi nell’ambiente antartico ; Castro-Sowinski, S., Ed .; Springer Polar Sciences, Springer Nature: Basilea, Svizzera, 2019; pagg. 277–296. [ Google Scholar ]
- Cardenas, CA; Gonzalez-Aravena, M .; Font, A .; Hestetun, JT; Hajdu, E .; Trefault, N .; Malmbergg, M .; Bongcarn-Rudloff, E. Elevata somiglianza nel microbiota delle spugne di acqua fredda del genere Mycale da due diverse aree geografiche. PeerJ 2018 , 6 . [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Webster, NS; Negri, AP; Munro, M .; Battershill, CN Diverse comunità microbiche abitano spugne antartiche. Environ. Microbiol. 2004 , 6 , 288–300. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Steinert, G .; Wemheuer, B .; Janussen, D .; Erpenbeck, D .; Daniel, R .; Simon, M .; Brinkhoff, T .; Schupp, PJ Diversità procariotica e modelli di comunità nelle spugne continentali antartiche. Davanti. Mar. Sci. 2019 , 6 , 297. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Webster, NS; Bourne, D. Struttura della comunità batterica associata al corallo molle antartico, Alcyonium antarcticum . FEMS Microbiol. Ecol. 2007 , 59 , 81–94. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Murray, AE; Rack, FR; Zook, R .; Williams, MJM; Higham, ML; Broe, M .; Kaufmann, RS; Daly, M. Composizione del microbioma e diversità dell’anemone di mare, Edwardsiella andrillae . Integr. Comp. Biol. 2016 , 56 , 542–555. [ Google Scholar ] [ CrossRef ] [ PubMed ]
- Riesenfeld, C.S.; Murray, A.E.; Baker, B.J. Characterization of the microbial community and polyketide biosynthetic potential in the Palmerolide-producing tunicate, Synoicum adareanum. J. Nat. Prod. 2008, 71, 1812–1818. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Palermo, J.A.; Brasco, M.F.R.; Spagnuolo, C.; Seldes, A.M. Illudalane sesquiterpenoids from the soft coral Alcyonium paessleri: The first natural nitrate esters. J. Org. Chem. 2000, 65, 4482–4486. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Diyabalanage, T.; Amsler, C.D.; McClintock, J.B.; Baker, B.J. Palmerolide A, a cytotoxic macrolide from the Antarctic tunicate Synoicum adareanum. J. Am. Chem. Soc. 2006, 128, 5630–5631. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Erwin, P.M.; Pineda, M.C.; Webster, N.; Turon, X.; Lopez-Legentil, S. Down under the tunic: Bacterial biodiversity hotspots and widespread ammonia-oxidizing archaea in coral reef ascidians. ISME J. 2014, 8, 575–588. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Lopez-Legentil, S.; Turon, X.; Espluga, R.; Erwin, P.M. Temporal stability of bacterial symbionts in a temperate ascidian. Front. Microbiol. 2015, 6, 1022. [Google Scholar] [CrossRef]
- Evans, J.S.; Erwin, P.M.; Shenkar, N.; Lopez-Legentil, S. Introduced ascidians harbor highly diverse and host-specific symbiotic microbial assemblages. Sci. Rep. 2017, 7, 11033. [Google Scholar] [CrossRef]
- Evans, J.S.; Erwin, P.M.; Shenkar, N.; Lopez-Legentil, S. A comparison of prokaryotic symbiont communities in nonnative and native ascidians from reef and harbor habitats. FEMS Microbiol. Ecol. 2018, 94, fiy139. [Google Scholar] [CrossRef]
- Cahill, P.L.; Fidler, A.E.; Hopkins, G.A.; Wood, S.A. Geographically conserved microbiomes of four temperate water tunicates. Environ. Microbiol. Rep. 2016, 8, 470–478. [Google Scholar] [CrossRef]
- Dror, H.; Novak, L.; Evans, J.S.; Lopez-Legentil, S.; Shenkar, N. Core and dynamic microbial communities of two invasive ascidians: Can host-symbiont dynamics plasticity affect invasion capacity? Microb. Ecol. 2019, 78, 170–184. [Google Scholar] [CrossRef]
- Erwin, P.M.; Pineda, M.C.; Webster, N.; Turon, X.; Lopez-Legentil, S. Small core communities and high variability in bacteria associated with the introduced ascidian Styela plicata. Symbiosis 2013, 59, 35–46. [Google Scholar] [CrossRef]
- Blasiak, L.C.; Zinder, S.H.; Buckley, D.H.; Hill, R.T. Bacterial diversity associated with the tunic of the model chordate Ciona intestinalis. ISME J. 2014, 8, 309–320. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Tianero, M.D.B.; Kwan, J.C.; Wyche, T.P.; Presson, A.P.; Koch, M.; Barrows, L.R.; Bugni, T.S.; Schmidt, E.W. Species specificity of symbiosis and secondary metabolism in ascidians. ISME J. 2015, 9, 615–628. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Peng, X.; Adachi, K.; Chen, C.Y.; Kasai, H.; Kanoh, K.; Shizuri, Y.; Misawa, N. Discovery of a marine bacterium producing 4-hydroxybenzoate and its alkyl esters, parabens. Appl. Environ. Microbiol. 2006, 72, 5556–5561. [Google Scholar] [CrossRef]
- Fukunaga, Y.; Kurahashi, M.; Tanaka, K.; Yanagi, K.; Yokota, A.; Harayama, S. Pseudovibrio ascidiaceicola sp. nov., isolated from ascidians (sea squirts). Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006, 56, 343–347. [Google Scholar] [CrossRef]
- Schreiber, L.; Kjeldsen, K.U.; Funch, P.; Jensen, J.; Obst, M.; Lopez-Legentil, S.; Schramm, A. Endozoicomonas are specific, facultative symbionts of sea squirts. Front. Microbiol. 2016, 7, 1042. [Google Scholar] [CrossRef]
- Gonzalez, J.M.; Mayer, F.; Moran, M.A.; Hodson, R.E.; Whitman, W.B. Microbulbifer hydrolyticus gen.nov., sp. nov., and Marinobacterium georgiense gen.nov.sp.nov., two marine bacteria from a lignin-rich pulp mill waste enrichment community. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1997, 47, 369–376. [Google Scholar]
- Schmidt, E.W.; Donia, M.S. Life in cellulose houses: Symbiotic bacterial biosynthesis of ascidian drugs and drug leads. Curr. Opin. Biotechnol. 2010, 21, 827–833. [Google Scholar] [CrossRef]
- Dou, X.; Dong, B. Origins and bioactivities of natural compounds derived from marine ascidians and their symbionts. Mar. Drugs 2019, 17, 670. [Google Scholar] [CrossRef]
- Little, A.E.; Robinson, C.J.; Peterson, S.B.; Raffa, K.F.; Handelsman, J. Rules of engagement: Interspecies interactions that regulate microbial communities. Annu. Rev. Microbiol. 2008, 62, 375–401. [Google Scholar] [CrossRef]
- Imamura, N.; Nishuma, M.; Takader, T.; Adachi, K.; Sakai, M.; Sano, H. New anticancer antibiotics pelagiomicins, produced by a new marine bacterium Pelagiobacter variabilis. J. Antibiot. 1997, 50, 8–12. [Google Scholar] [CrossRef]
- Quevrain, E.; Domart-Coulon, I.; Pernice, M.; Bourguet-Kondracki, M.L. Novel natural parabens produced by a Microbulbifer bacterium in its calcareous sponge host Leuconia nivea. Environ. Microbiol. 2009, 11, 1527–1539. [Google Scholar] [CrossRef]
- Martínez-García, M.; Stief, P.; Díaz-Valdés, M.; Wanner, G.; Ramos-Esplá, A.; Dubilier, N.; Antón, J. Ammonia-oxidizing Crenarchaeota and nitrification inside the tissue of a colonial ascidian. Environ. Microbiol. 2008, 10, 2991–3001. [Google Scholar]
- Hatzenpichler, R. Diversity, physiology, and niche differentiation of ammonia-oxidizing archaea. Appl. Environ. Microbiol. 2012, 78, 7501–7510. [Google Scholar] [CrossRef]
- Murray, A.E.; Preston, C.M.; Massana, R.; Taylor, L.T.; Blakis, A.; Wu, K.; DeLong, E.F. Seasonal and spatial variability of bacterial and archaeal assemblages in the coastal waters off Anvers Island, Antarctica. Appl. Environ. Microbiol. 1998, 64, 2585–2595. [Google Scholar] [CrossRef]
- Murray, A.E.; Grzymski, J.J. Diversity and genomics of Antarctic marine micro-organisms. Phil. Trans. Roy. Soc. B Biol. Sci. 2007, 362, 2259–2271. [Google Scholar] [CrossRef]
- Grzymski, J.J.; Riesenfeld, C.S.; Williams, T.J.; Dussaq, A.M.; Ducklow, H.; Erickson, M.; Cavicchioli, R.; Murray, A.E. A metagenomic assessment of winter and summer bacterioplankton from Antarctica Peninsula coastal surface waters. ISME J. 2012, 6, 1901–1915. [Google Scholar] [CrossRef]
- Rhoades, D. Evolution of Plant Chemical Defense Against Herbivores. Herbivores: Their Interaction with Secondary Plant Metabolites; Academic Press: New York, NY, USA, 1979. [Google Scholar]
- McPhail, K.L.; Davies-Coleman, M.T.; Starmer, J. Sequestered chemistry of the Arminacean nudibranch Leminda millecra in Algoa Bay, South Africa. J. Nat. Prod. 2001, 64, 1183–1190. [Google Scholar] [CrossRef]
- Carbone, M.; Gavagnin, M.; Haber, M.; Guo, Y.W.; Fontana, A.; Manzo, E.; Genta-Jouve, G.; Tsoukatou, M.; Rudman, W.B.; Cimino, G.; et al. Packaging and delivery of chemical weapons: A defensive trojan horse stratagem in chromodorid nudibranchs. PLoS ONE 2013, 8, e62075. [Google Scholar] [CrossRef]
- J. Chem. Ecol. 2018 , 44 , 384-396. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Schupp, P .; Eder, C .; Paul, V .; Proksch, P. Distribuzione dei metaboliti secondari nella spugna Oceanapia sp. e le sue implicazioni ecologiche. Mar. Biol. 1999 , 135 , 573-580. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Freeman, CJ; Gleason, DF Difese chimiche, qualità nutrizionale e componenti strutturali in tre specie di spugne: Ircinia felix , I. campana e Aplysina fulva . Mar. Biol. 2010 , 157 , 1083-1093. [ Google Scholar ] [ CrossRef ]
- Roue, M.; Domart-Coulon, I.; Ereskovsky, A.; Dejediat, C.; Pererz, T.; Bourguet-Kondracki, M.-L. Cellular localization of clathridimine, an antimicrobial 2-aminoimidazole alkaloid produced by the Mediterranean calcareous sponge Clathrina clathrus. J. Nat. Prod. 2010, 73, 1277–1282. [Google Scholar] [CrossRef]
- Furrow, F.B.; Amsler, C.D.; McClintock, J.B.; Baker, B.J. Surface sequestration of chemical feeding deterrents in the Antarctic sponge Latrunculia apicalis as an optimal defense against sea star spongivory. Mar. Biol. 2003, 143, 443–449. [Google Scholar] [CrossRef]
- Becerro, M.A.; Paul, V.J.; Starmer, J. Intracolonial variation in chemical defenses of the sponge Cacospongia sp. and its consequences on generalist fish predators and the specialist nudibranch predator Glossodoris pallida. Mar. Ecol. Prog. Ser. 1998, 168, 187–196. [Google Scholar] [CrossRef]
- Siriak, T.; Intaraksa, N.; Kaewsuwan, S.; Yuenyongsawad, S.; Suwanborirux, K.; Plubrukarn, A. Intracolonial allocation of tisoxazole macrolides in the sponge Pachastrissa nux. Chem. Biodivers. 2011, 8, 238–246. [Google Scholar]
- Richardson, A.D.; Aalbersberg, W.; Ireland, C.M. The patellazoles inhibit protein synthesis at nanomolar concentrations in human colon tumor cells. Anti Cancer Drugs 2008, 16, 533–541. [Google Scholar] [CrossRef]
- Kwan, J.C.; Donia, M.S.; Han, A.W.; Hirose, E.; Haygood, M.G.; Schmidt, E.W. Genome streamlining and chemical defense in a coral reef symbiosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2012, 109, 20655–20660. [Google Scholar] [CrossRef]
- Gouiffes, D.; Juge, M.; Grimaud, N.; Welin, L.; Sauviat, M.; Barbin, Y.; Laurent, D.; Roussakis, C.; Henichart, J.; Verbist, J. Bistramide A, a new toxin from the urochordata Lissoclinum bistratum Sluiter: Isolation and preliminary characterization. Toxicon 1988, 26, 1129–1136. [Google Scholar] [CrossRef]
- Schmidt, E.W. The secret to a successful relationship: Lasting chemistry between ascidians and their symbiotic bacteria. Invertebr. Biol. 2015, 134, 88–102. [Google Scholar] [CrossRef]
- Subramani, R.; Aalbersberg, W. Culturable rare Actinomycetes: Diversity, isolation and marine natural product discovery. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2013, 97, 9291–9321. [Google Scholar] [CrossRef]
- Ziemert, N.; Lechner, A.; Wietz, M.; Millan-Aguinaga, N.; Chavarria, K.L.; Jensen, P.R. Diversity and evolution of secondary metabolism in the marine actinomycete genus Salinispora. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2014, 111, E1130–E1139. [Google Scholar] [CrossRef]
- Lopera, J.; Miller, I.J.; McPhail, K.L.; Kwan, J.C. Increased biosynthetic gene dosage in a genome-reduced defensive bacterial symbiont. mSystems 2017, 2, e00096-17. [Google Scholar] [CrossRef]
- Holmstrom, C.; James, S.; Neilan, B.A.; White, D.C.; Kjelleberg, S. Pseudoalteromonas tunicata sp. nov., a bacterium that produces antifouling agents. Int. J. Syst. Bacteriol. 1998, 48, 1205–1212. [Google Scholar] [CrossRef]
- Baker, B.J.; Dent, B. Synoicum adareanum sampling underwater video March 2011 Palmer Station Antarctica, V3. Dryad Dataset 2020. Available online: https://doi.org/10.5061/dryad.gxd2547gw (accessed on 30 May 2020).
- Massana, R.; Murray, A.E.; Preston, C.M.; DeLong, E.F. Vertical distribution and phylogenetic characterization of marine planktonic Archaea in the Santa Barbara Channel. Appl. Environ. Microbiol. 1997, 63, 50–56. [Google Scholar] [CrossRef]
- Takahashi, S.; Tomita, J.; Nishioka, K.; Hisada, T.; Nishijima, M. Development of a prokaryotic universal primer for simultaneous analysis of Bacteria and Archaea using next-generation sequencing. PLoS ONE 2014, 9, e105592. [Google Scholar] [CrossRef]
- Caporaso, J.G.; Lauber, C.; Walters, W.; Berg-Lyons, D.; Lozupone, C.; Turnbaugh, P.; Fierer, N.; Knight, R. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sample. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 4516–4522. [Google Scholar] [CrossRef]
- Bolyen, E.; Rideout, J.R.; Dillon, M.R.; Bokulich, N.; Abnet, C.C.; Al-Ghalith, G.A.; Alexander, H.; Alm, E.J.; Arumugam, M.; Asnicar, F.; et al. Reproducible, interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2. Nat. Biotechnol. 2019, 37, 852–857. [Google Scholar] [CrossRef]
- Callahan, B.J.; McMurdie, P.J.; Rosen, M.J.; Han, A.W.; Johnson, A.J.A.; Holmes, S.P. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data. Nat. Methods 2016, 13, 581–583. [Google Scholar] [CrossRef]
- Kumar, S.; Stecher, G.; Tamura, K. MEGA7: Molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger data sets. Mol. Biol. Evol. 2016, 33, 1870–1874. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Tackmann, J.; Matias Rodrigues, J.F.; von Mering, C. Rapid inference of direct interactions in large-scale ecological networks from heterogeneous microbial sequencing data. Cell Syst. 2019, 9, 286–296.e8. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
- Bastian, M.; Heymann, S.; Jacomy, M. Gephi: An Open Source Software for Exploring and Manipulating Networks. In Proceedings of the International AAAI ICWSM Conference on weblogs and social media, San Jose, CA, USA, 17–20 May 2009. [Google Scholar]
- Cristóbal, E.; Ayuso, S.V.; Justel, A.; Toro, M. Robust optima and tolerance ranges of biological indicators: A new method to identify sentinels of global warming. Ecol. Res. 2013, 29, 55–68. [Google Scholar] [CrossRef]
- Langfelder, P.; Horvath, S. WGCNA: An R package for weighted correlation network analysis. BMC Bioinform. 2008, 9, 559. [Google Scholar] [CrossRef]
- Paulson, J.N.; Stine, O.C.; Bravo, H.C.; Pop, M. Differential abundance analysis for microbial marker-gene surveys. Nat. Methods 2013, 10, 1200–1202. [Google Scholar] [CrossRef]
- Markowitz, V.M.; Chen, I.-M.A.; Palaniappan, K.; Chu, K.; Szeto, E.; Grechkin, Y.; Ratner, A.; Jacob, B.; Huang, J.; Williams, P.; et al. IMG: The integrated microbial genomes database and comparative analysis system. Nucleic Acids Res. 2012, 40, D115–D122. [Google Scholar] [CrossRef]
- Blin, K.; Medema, M.H.; Kottmann, R.; Lee, S.Y.; Weber, T. The antiSMASH database, a comprehensive database of microbial secondary metabolite biosynthetic gene clusters. Nucleic Acids Res. 2017, 45, D555–D559. [Google Scholar] [CrossRef]
- Murray, A.; Baker, B. Synoicum adareanum Microbiome. SCAR—Microbial Antarctic Resource System Metadata Dataset. , 2020. Available online: https://doi.org/10.15468/aewoib (accessed on 30 May 20





